3. 3.Etiologie des candidoses buccales
   

Etiologie.

Les candidoses buccales sont des affections opportunistes fréquentes causées par la multiplication de levures du genre Candida. Les espèces les plus souvent isolées des lésions sont C. albicans,  C. tropicalis, C. glabrata, C. pseudotropicalis, C. guilliermondii, C. krusei, C. lusitaniae, C. parapsilosis et C. stellatoidea.

C. albicans, C. glabrata et C. tropicalis représentent 80% des isolats [15].

Dans la population générale, le taux de portage oscille entre 20 et 75% sans symptôme [131].

  

C. albicans a été isolé de la cavité buccale de 45% des nouveau-nés [132], de 45 à 65% des enfants sains [133], de 30 à 45% des adultes sains [25, 134], de 50 à 65% des porteurs de prothèses amovibles [25], de 65 à 88% des patients hospitalisés [135, 136, 137], de 90% des patients leucémiques traités par chimiothérapie [138], de 95% des patients séropositifs pour le HIV [139].

Taxonomie

Sur les 100'000 espèces de champignons connues, environs 200 peuvent être pathogènes pour les vertébrés [140].

D’après Whittaker [147], les champignons constituent un des cinq règnes du vivant. Cette classification est basée sur une conception évolutionniste avec, dans le sens d’une complexité croissante [4] :

1) Le règne des Monères.

Il comprend les procaryotes (unicellulaires, sans noyau ni organelle): bactéries, mycobactéries, actinomycètes et algues bleues.

2) Le règne des Protistes.

Il comprend les organismes eucaryotes unicellulaires (hétérotrophes ou photo-autotrophes): protozoaires et algues rouges, vertes ou brunes.

3) Le règne des Champignons (Fungi).

Il regroupe des organismes unicellulaires (levures) et pluricellulaires (champignons à thalle filamenteux). Ils ne réalisent pas la photosynthèse mais se nourrissent exclusivement par absorption (hétérotrophes). Leur paroi contient des polysaccharides.

4) Le règne des végétaux.

Regroupe les organismes photo-autotrophes hautement différenciés

5) Le règne des animaux.

Il comprend les organismes pluricellulaires hétérotrophes.

Cette classification « classique » a été modifiée plusieurs fois pour tenir compte des résultats de la biologie moléculaire. La dernière classification (Woese 1990) propose un arbre à 3 branches (Archaebactéries, Eubactéries et Eucaryotes incluant les champignons).

La classification des champignons est également en constante évolution. La classification de Hawksworth, Sutton et Ainsworth (1970) modifiée par Kwon Chung et Bennett (1992), puis par Hoog (1995), est la plus utilisée actuellement.

Le règne des Champignons comprend plusieurs divisions (ou phylums) basées sur le mode de reproduction sexuée (téléomorphes) : les Chytridiomycètes, les Zygomycètes, les Ascomycètes et les Basidiomycètes. Lorsque la reproduction sexuée n’est pas connue (anamorphes), la division est appelée Deuteromycète ou Fungi imperfecti. C’est dans cette division qu’étaient classées les levures du genre Candida.

Depuis le premier séquençage complet du génome d’un champignon en 1996 (S. cereviseae) [142], les critères de biologie moléculaire ont pris une place prépondérante dans les efforts de classification.

L’ADN ribosomal est le plus fréquemment utilisé pour effectuer des comparaisons de séquences nucléotidiques. Les ribosomes sont présents dans tous les organismes ayant une origine commune et l’ADNr est en partie hautement conservé à travers l’évolution [143, 144]. Pour les recherches sur la classification phylogénique des levures, on utilise habituellement les gènes codant pour les régions variables D1 et D2 de l’ADNr de la sous-unité 25S [145, 146].

Suite à ces travaux, le genre Candida a été déplacé dans le phylum des Ascomycètes. Sa position taxonomique exacte est:

Règne: Champignons

Phylum: Ascomycètes

Classe: Saccharomycètes

Ordre: Saccharomycétales (levures bourgeonnantes)

Saccharomycétales mitosporiques (cette sous-division ne porte pas de nom)

Genre: Candida

La position du genre Candida dans la classification actuelle peut être consultée sur

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/

Structure des champignons: morphologie et biologie

Les champignons (aussi appelés mycètes), sont des organismes eucaryotes (c’est-à-dire possédant un noyau et des organites), uni ou pluricellulaires.

Certaines espèces sont macroscopiques (macromycètes) tandis que d’autres sont microscopiques (micromycètes) avec un aspect levuriforme (cellules ovalaires bien distinctes les unes des autres) ou filamenteux.

Contrairement aux végétaux, les champignons sont dépourvus de pigment assimilateur de type chlorophylle. Ils sont donc contraints à puiser leur énergie de sources de carbone externes (hétérotrophie). Cette absorption est réalisée grâce à un réseau mycélien très développé qui leur permet de sécréter des enzymes hydrolytiques directement au contact de la matière organique dont ils se nourrissent. Le carbone est principalement tiré des glucides absorbés qui seront stockés sous forme de glycogène, tandis que l’azote est obtenu à partir de protéines dégradées.

Les Candida sont des saprophytes dans le milieu extérieur, c’est-à-dire qu’ils se nourrissent à partir de matière organique en décomposition.

Chez l’Homme, ils se comportent en commensaux ou en parasites. Le commensalisme est un type d’association naturelle entre deux êtres vivants dans laquelle l'hôte fournit une partie de sa propre nourriture au commensal; il n’obtient en revanche aucune contrepartie évidente de ce dernier. Dans le parasitisme, le parasite tire profit de l’hôte la plupart du temps en affaiblissant ce dernier mais sans chercher à le tuer.

Les Candida sont des micromycètes dont le thalle (appareil végétatif sans tige, sans feuille et sans racine) unicellulaire est appelé blastospore et mesure de 2 à 10 µm selon les espèces. Ils se présentent le plus souvent sous forme de levures, c'est-à-dire de petites cellules individualisées de 4 à 6 µm pour C. albicans et de 1 à 4 µm pour C. glabrata [36] de forme ronde ou ovalaire. 

De manière générale, les levures se multiplient entre 20 °C et 40 °C et meurent à des températures allant de 50 °C à 70 °C. En revanche, leur viabilité est conservée autour de 0 °C [4].

Les Candida se multiplient en majorité selon un mode assexué, on parle alors de forme anamorphe ou assexuée. Pour quelques espèces, une reproduction sexuée a été décrite, il s’agit principalement de:

Forme anamorphe (asexuée)Forme téléomorphe (sexuée)

Candida ciferrii                                        Stephanoascus ciferrii

Candida famata                                       Debaryomyces hansenii

Candida guilliermondii                             Pichia guilliermondii

Candida kefyr                                          Kluyveromyces marxianus

Candida krusei                                        Issatchenkia orientalis

Candida lipolytica                                    Yarrowia lipolytica

Candida lusitaniae                                   Clavispora lusitaniae

Candida norvegensis                               Pichia norvegensis

Candida pelliculosa                                  Hansenula anomata

Candida pulcherrima                                Metschnikowia pulcherrima

Candida utilis                                            Pichia jadinii

En pratique médicale, le nom de la forme asexuée continue à être utilisé même si la forme sexuée est connue [15].

Reproduction.

Les levures du genre Candida se présentent sous deux formes distinctes: levures et pseudo-mycélium (ou pseudo-hyphes). C. albicans et quelques rares autres espèces sont capables de produire du mycélium véritable (ou vrai hyphe) [148, 149]. Ces différentes formes sont souvent considérées comme des étapes de développement successives. In vitro par contre, ce sont les conditions de culture qui déterminent la morphologie préférentielle des Candida:

pH bas et basse température: forme levure prépondérante

pH neutre et température de 37 °C: les hyphes sont favorisés

pH et température intermédiaires: des pseudo-hyphes sont produits [150].

Reproduction asexuée.

La grande majorité des espèces du genre Candida se reproduisent selon un processus asexué. Une nouvelle spore est formée par simple bourgeonnement de la cellule mère.

Les levures se multiplient par bourgeonnement asymétrique, un anneau de septine (une GTPase)  apparaît avant l’émergence du bourgeon [151]. Le noyau se divise à travers l’étranglement entre les deux cellules [152]. La cellule-fille se détache un peu avant d’avoir atteint la taille de la cellule-mère [153].

Les pseudo-hyphes se divisent selon un mode unipolaire (toujours depuis le même côté). Comme pour les levures, un anneau de septine se forme et la division de noyau intervient à travers l’étranglement [152]. Par contre, les cellules restent attachées après la division cellulaire et forment une longue chaîne ramifiée de levures allongées dont le diamètre est au minimum de 2,8 µm. Ceci permet la formation de structures allongées présentant des étranglements au niveau des contacts intercellulaires. Des blastospores peuvent se développer au niveau des étranglements intercellulaires, donnant naissance à des embranchements latéraux. La structure finale peut être très ramifiée mais peu résistante mécaniquement [4].

Les hyphes sont plus fin (environ 2 µm de diamètre) que les pseudo-hyphes. Ils ne sont produits que par quelques rares espèces de Candida (C. albicans, C, dubliniensis, C. tropicalis). Au début, la cellule mère produit par bourgeonnement une cellule allongée nommée tube germinatif. Ce tube germinatif connaît une croissance apicale  et se cloisonne au fur et à mesure de son développement donnant naissance à un filament composé de cellules cylindrique uninuclées séparées par des septa. Ils ont, contrairement aux pseudo-hyphes, des parois parallèles sans constriction dans la zone du septum intercellulaire [154]. Des blastopspores peuvent bourgeonner au niveau des septa permettant une ramification du mycélium.  

Les chlamydospores ne sont produits que par C. albicans et C. dubliniensis. C’est une structure mesurant de 6 à 15 µm à paroi épaisse et réfringente qui se développe sur des milieux pauvres placés en micro-aérobiose à basse température [168]. Certains milieux de culture induisent la formation de chlamydospores chez C. dubliniensis mais pas chez C. albicans ; cette particularité est utilisée à des fins d’identification [169-171]. Les chlamydospores ne semblent pas participer à la virulence de ces levures et sont peu étudiés.

Reproduction sexuée.

Alors que les noyaux de spores asexuées se forment par simple mitose, les noyaux des spores sexuées se forment après des processus plus complexes.

La première étape est la plasmogamie (fusion des cytoplasmes de deux cellules) qui permet de réunir dans un même thalle deux noyaux compatibles. Il faut préciser que deux thalles ne fusionnent pas parce qu’ils sont de sexe différent, mais parce qu’ils sont dotés d’une compatibilité génétique: on désigne les thalles complémentaires par + et - ou A et a). Avant de fusionner, les noyaux vont cohabiter durant une phase (dicaryophase) plus ou moins longue (le couple de noyaux compatibles prend le nom de dicaryon).

La deuxième étape correspond à la fusion de noyaux haploïdes (caryogamie) pour donner un noyau diploïde.

La troisième étape est une division réductrice ou méiose, qui conduit à des noyaux à nouveau haploïdes. 

La reproduction de C. albicans.

Jusqu’à récemment, on a toujours considéré que Candida albicans se multipliait de manière assexuée [155-157]. Ce n’est que depuis le début des années 1990, que la biologie moléculaire a démontré que certains gènes impliqués dans la reproduction sexuée de Saccharomyces cervesiae (MAT: mating-type) avait des orthologes (gènes équivalents) chez C. albicans (MAL : mating-type like). Certains de ces orthologues pouvant même se substituer aux gènes originaux lorsqu’ils étaient exprimés par S. cervesiae [158, 159, 160].

Les études portant sur les échanges de matériel génétique entre différentes souches de C. albicans ont montré que la multiplication se faisait la plupart du temps de manière clonale (bourgeonnement)  mais des recombinaisons ont également été démontrées [161, 162].

Une reproduction sexuée a été formellement démontrée par deux études utilisant des approches différentes en 2000 [163, 164]. La reproduction sexuée de C. albicans est un évènement rare puisqu’il ne se produirait, in vivo aussi bien qu’in vitro, qu’une fois sur 10 millions. Comme chez d’autres champignons, le passage de la cellule momentanément tétraploïde à une cellule diploïde se produit sans méiose, par simple perte aléatoire de chromosomes formant  un « cycle parasexuel » [165-167].

L’examen de génome de C. albicans a permis d’identifier des orthologs de plusieurs gènes impliqués dans la méiose chez d’autres champignons. Néanmoins d’autres gènes importants paraissent manquer, ce qui suggère que si la méiose se produit chez C. albicans, ce pourrait être selon des modalités différentes des autres champignons [160]. 

Transition phénotypique chez C. albicans.

Découverte par Soll en 1987, la transition white-opaque décrit la capacité de certaines souches de C. albicans de passer de l’aspect traditionnel de colonies bombées et blanches (white) à des colonies fines et translucides (opaque) [172].

Les levures de type opaque sont plus allongées et ont une forme de haricot. En microscopie électronique, elles présentent non pas une surface lisse comme les levures white, mais une surface hérissée d’une centaine d’indentations. Leur volume est le double de celui des levures white [176, 177].

Ce changement de phénotype est réversible et intervient dans le sens white-opaque à une fréquence de 10-4 à 10-5 par génération cellulaire. La fréquence de changement dans le sens opaque-white est légèrement plus élevés (5 x 10-4) [173].

Il a été démontré que le phénotype white est plus virulent dans le cadre d’infections cutanées, alors que le phénotype opaque est plus agressif dans les infections systémiques [174, 175].

D’autres phénotypes ont été décrits, réalisant des colonies ridées, plissées, en forme d’étoile ou bordées par un anneau [178].

Morphologie

L’interaction entre le champignon et les cellules du patient intervient d’abord  au niveau de la paroi cellulaire. D’abord considérée comme une structure inerte dont la seule fonction était de fournir une enveloppe rigide au protoplasme, la paroi cellulaire est maintenant considérée comme un élément essentiel de la biologie et de la pathogénicité des Candida [183]. Sa composition complexe en glycoprotéines et en polysaccharides explique les possibilités d’adhésion aux cellules de l’hôte et les différentes interactions avec le système immunitaire.

La paroi cellulaire.

La paroi cellulaire des Candida est indispensable à leur stabilité structurelle. Elle donne aux levures leur résistance mécanique et leurs permets de résister aux agressions extérieures. C’est une structure dynamique, en constant remodelage, qui représente 30% du poids sec de la levure.

Elle est composée de 80 à 90% de polysaccharides (hydrates de carbone), de 6 à 25% de protéines et de 1 à 7% de lipides [183-186].

Trois types de monosaccharides forment les glycanes (ou polysaccharides): le D-glucose (Glc), N-acetyl-D-glucosamine (GlcNAc) et le D-mannose (Man).

De plus, de l’acide sialique a été récemment mis en évidence dans la paroi cellulaire de Candida; il s’agit probablement du résidu terminal d’une glycoprotéine [179]. L’acide sialique est un dérivé d’un monosaccharide à dix atomes de carbones. Ce terme désigne aussi bien l’acide N-acétylneuraminique (NeuAc ou NANA) que toute une série de substances apparentées.

1) Les polysaccharides composent 80 à 90% de la paroi cellulaire. On trouve :

Les β-glucanes, homopolymères hautement ramifiés de molécules de glucose avec des liaisons β-1,3 et β-1,6 comprenant environ 30 unités de Glc [180]. On distingue les β-(1,3)-D-glucane, les β-(1,6)-D-glucane et les complexes de β-(1,3) β-(1,6)-D-glucane associés à la chitine. Les glucanes représentent 47 à 60% du poids sec de la paroi.

Les β-(1,6)-D-glucane forment de longues chaînes étendues et flexibles alors que les β-(1,3)-D-glucane adoptent une structure hélicoïdale réalisant de larges hélices à 1 ou 3 brins [181].

Les glucanes sont les constituants majeurs de la paroi. Ils réalisent, en association avec la chitine, une part importante de l’échafaudage pariétal rigide.

La β-(1,3)-D-glucane synthétase est la cible de la caspofungine, un antifongique de la famille des échinocandines. En brisant l’intégrité structurale de la paroi cellulaire, la caspofungine entraîne un déséquilibre osmotique, suivi de la lyse de la cellule fongique [237].

Cancidas® (diacétate de caspofungine) est la seule préparation actuellement disponible en Suisse. Elle s’utilise en perfusion chez les patients souffrant de candidose invasive mais aussi de candidose oesophagienne ou oropharyngée ne répondant pas au fluconazole [236].

Deux autres molécules agissent également par inhibition non-compétitive sur la β-(1,3)-D-glucane synthétase, il s’agit de la micafungine [238] et de l’anidulafungine [239]. Ces molécules ont été agréées par la FDA en 2005 et 2006 et sont actuellement en cours d’évaluation pour la Suisse.

La chitine est un homopolymère linéaire de molécule β-(1,4)-D-GlcNAc. Elle ne représente que 0,6 à 9% de la paroi mais est essentielle pour relier entre eux les glucanes et ainsi renforcer l’échafaudage microfibrillaire de la paroi.

La chitine participe aux processus de bourgeonnement et de septation. On retrouve ainsi une haute densité de chitine dans les septa intercellulaires, dans les cicatrices de bourgeonnement et dans les constrictions entre cellule fille et cellule mère [187, 188]. On trouve également trois fois plus de chitine dans la paroi des hyphes de C. albicans que dans la paroi des levures [182].

La chitine est produite par trois chitines synthétases codées par trois gènes distincts: CaCHS1 [231], CaCHS2 [232], et CaCHS3 [233].

CaCHS1 est indispensable pour la viabilité de la levure [234] alors que la délétion de CaCHS3 réduit significativement sa virulence [235]. Les polyoxines (1965) [240] et les nikkomycines (1976) [241]  sont des inhibiteurs des chitines synthétases.

La Polyoxine D est capable de bloquer in vitro la formation des tubes germinatifs [242] et d’inhiber la formation des septa [243] de C. albicans. 

En 1991, Gottlieb et al ont démontrés que les C. albicans soumis à la Polyoxine D avaient une capacité fortement réduite (58%) d’adhésion à l’épithélium buccal [246].

Les Nikkomycines X et Z ont démontré un effet fongicide modéré sur des cultures de C. albicans alors que C. tropicalis était parfaitement résistant à ces molécules [244, 245].

En 1992, Hector et al ont prouvé l’effet mycostatique de la nikkomycine Z pour le traitement de candidoses systémiques chez la souris [247].

C. albicans et de nombreuses autres espèces de champignons impliqués en pathologie humaine ne sont pas suffisamment sensibles à ces molécules pour envisager une application médicale. L’écueil principal est probablement le transport trop peu efficace de ces substances à l’intérieur des cellules fongiques [247, 248]. Ces molécules sont actuellement utilisées comme fongicides et insecticides à usage agricole.

Les mannanes sont des polymères de mannose liés en β-(1,2), α-(1,6), α-(1,2) et α-(1,3) qui représentent 40% des polysaccharides pariétaux. Ils sont toujours associés par des liaisons covalentes avec des protéines formant les glycoprotéines ou avec des lipides formant des glycolipides.

Les phosphomannoprotéines (PMP) et les phosphopeptidomannanes (PPM) sont constitués d’homopolymères de D-mannose, de 3 à 5% de protéines et de 1 à 2% de phosphates. Ces structures sont situées à la surface de la cellule et influencent la réponse immunitaire de l’hôte [189-192].

Les différents constituants pariétaux sont liés entre eux par des ponts hydrogènes, des liaisons hydrophobes et des liaisons covalentes.

Les ancres GPI (glycosylphosphatidylinositol) représentent un moyen important de fixation des protéines à la face externe de la membrane plasmique. Les protéines à ancre GPI sont largement présentes chez les eucaryotes [203] et de nombreuses fonctions leurs sont attribuées chez les champignons. Elles sont notamment impliquées dans la biosynthèse et le remodelage de la paroi cellulaire. Elles déterminent également l’hydrophobicité ainsi que la réponse antigénique et jouent un rôle dans l’adhésion et la virulence [204, 205, 206, 219]. 

2) Les protéines représentent 6 à 25 % du poids de la paroi. Elles sont souvent associées à des glucides formant des glycoconjugués. Un traitement avec une β-glucanase libère des mannoprotéines de haut poids moléculaire probablement liés par des liaisons covalentes à d’autres glucides. Ces protéines paraissent avoir un rôle important dans la morphogenèse et l’immunité [207, 208]. Entre 20 et 40 groupes de polypeptides de poids moléculaire faible à moyen ont été isolés, sans que leurs fonctions exactes soient toujours élucidées [209, 210].

Ci-dessous, quelques protéines impliquées dans la morphogenèse et la virulence de C. albicans selon Chaffin et al [292].

a) Substrat pariétal

Exo-β-(1,3)-glucanase: Remodelage de la paroi [211]

β-(1,3) glucane transférase: Métabolisme cellulaire [212]

Chitinase: Remodelage de la paroi [213, 214]

 β-N-acetylglucosaminidase: Facteur de virulence possible [215]

Transglutaminase: Création de liaisons covalentes, adhésion [216]

b) Substrat extracellulaire

Aspartyl protéinase sécretées: Facteur de virulence possible [217, 218]

Phospholipase A: Enzyme hydrolytique [220]

Phospholipase B: Enzyme hydrolytique, facteur de virulence possible [221, 225]

Phospholipase C: Enzyme hydrolytique [222, 223]

Phospholipase D: Enzyme hydrolytique, facteur de virulence possible [229]

Lysophospholipase: Enzyme hydrolytique [224, 226]

Lysophospholipase-transacylase B: Enzyme hydrolytique, facteur de virulence possible [227]

Esterase: Enzyme hydrolytique [228]

Glucoamylase: Enzyme hydrolytique [250]

Hemolytic factor: Enzyme hydrolytique [251]

Acid phosphatase: Enzyme hydrolytique [252]

Hyaluronidase: Enzyme hydrolytique, facteur de virulence possible [253]

Chondroitan sulfatase: Enzyme hydrolytique, facteur de virulence possible [254]

Metallopeptidase: Enzyme hydrolytique [255]

Trehalase: Enzyme hydrolytique [256]

c) Enzymes associées aux changements morphologiques.

C. albicans est considéré comme un organisme dimorphe. Il est capable de se multiplier par bourgeonnement, donnant naissance à des colonies de petites cellules ovalaires de 4 à 6 µm de diamètre (levures) ou par la production de tubes germinatifs qui deviendront de longs filaments (mycélium). Certaines protéines sont impliquées dans ces changements et sont uniquement présentes à un stade morphologique donné.

Antigène 4C12: Protéine de structure, hyphe [257]

Antigène 3D9: Protéine de structure, hyphe [258]

Antigène DC3:H10: Protéine complexée, hyphe [259]

Hwp1p: Séquence signal, hyphe [260]

Hyr1p: Séquence signal, hyphe [261]

Protéine pariétale: Régulation, hyphe [262]

Déterminants antigéniques des levures: Levure et tube germinatif précoce [263]

Déterminants antigéniques des hyphes: Tube germinatif et hyphe [263]

d) Heat Shock protéines.

Famille de protéines hautement conservées de la bactérie à l’être humain, elles participent à la protection et à la réparation de la cellule suite à un stress [271]

Hsp7: Protéine chaperone, immunogène [264]

Hsp90: Produit de dégradation, immunogène [265]

e) Enzymes glycolitiques.

Ce sont d’importants inducteurs de la réponse immunitaire de l’hôte; elles peuvent être allergènes [272-274].

Enolase: Lié au glucane, immunogène [266]

Phosphoglycérate kinase: Activité enzymatique, immunogène [267]

GAPDH: Enzyme, immunogène [268]

ADH: Lié à la fibronectine, immunogène [269]

Als1p: Ancre GPI [270]

f) Récepteurs pour les ligands de l’hôte.

L’adhésion de la cellule fongique à l’épithélium de l’hôte est une étape cruciale pour la colonisation. La chitine [274], les glucanes [275], les lipides [276] jouent un rôle dans l’adhésion de C. albicans. Depuis le milieu des années 1980, des interactions de type ligand-récepteurs  impliquant des protéines ont été mises en évidence [277].

Fibrinogen binding proteins: Protéine du plasma, coagulation [278]

Laminin binding proteins: Composant de la lame basale [279]

Fibronectin binding protein: Constituant de l’endothélium [280]

Collagen binding proteins: Type I et IV [281]

Entactin binding proteins: Composant de la lame basale [282]

Vitronectin binding protein: Constituant de la paroi vasculaire et du derme [283]

Fucose binding proteins: Adhésion à l’épithélium buccal et vaginal [284, 285]

GlcNAc binding protein: Adhésion à l’épithélium buccal et vaginal [286]

Protéines fimbriales: Adhésion à l’épithélium [287, 288]

Plastic binding proteins: Adhésion aux matériaux plastiques [289]

β-1,2-mannotetraose: Récepteur au mannose [290]

Antigène 6: Adhésion à l’épithélium buccal [291]

3) Les lipides.

La paroi de C. albicans ne contient qu’1 à 7% de lipides essentiellement concentrés dans la membrane plasmique [293]. La membrane plasmique est constituée d’une bicouche lipidique formant une frontière entre la cellule et son environnement. Elle sert aussi d’ancrage à de nombreuses protéines présentant des fonctions variées (enzymes, transporteurs, récepteurs,…). Elle présente des invaginations qui facilitent l’ancrage de la couche interne de la paroi.

Les lipides neutres représentent 21,5% des lipides totaux avec comme principal composant le triacylglycérol (39,9%), puis les stérols non estérifiés (28%) et les stérols esters (8,1%). Chez les champignons, l’ergosterol remplace le cholesterol. C’est le stérol majoritaire de la membrane plasmique. Les stérols remplissent une grande variété de fonctions comme le maintien de l’intégrité et de la fluidité membranaire. La plupart des antifongiques ont pour cibles la voie de synthèse de l’ergostérol [4]

Sites d’action des principaux antifongiques agissant sur la synthèse de l’ergosterol.

Acétyl CoA

↓

Acide mévalonique

↓

Squalène

Lanostérol

C14-déméthyl-lanosterol

Fécostérol

Epistérol

↓

Le groupe des allylamines. Il comprend la terbinafine et la naftifine. Ces antifongiques inhibent une squalène époxydase (ERG1) [295, 296].

Le groupe des azolés. Il comprend les imidazolés ainsi que les triazolés. On distingue les triazolés de première génération (fluconazole, itraconazole) et ceux de nouvelle génération (voriconazole, ravuconazole, posaconazole et albaconazole). Ils agissent par inhibition de la lanosterol 14-α-déméthylase (ERG11)  [297, 298].

Le groupe des morpholines. Il comprend l’amorolfine qui inhibe la C-14 stérol réductase (ERG24) et la C-8-stérol isomérase (ERG2) [299, 300].

Le groupe des polyènes. Il comprend plus de 100 composés différents dont les plus connus sont l’amphotéricine B et la nystatine. Ces molécules se lient directement à l’ergostérol et provoquent un changement brutal de la perméabilité membranaire conduisant à la mort de la cellule.

Ultrastructure pariétale.

En microscopie électronique à transmission, la paroi révèle plusieurs couches de densités variables aux électrons. L’aspect de ces couches varie selon la préparation des spécimens, leur condition de croissance mais aussi selon la souche examinée [183, 184, 193].

Selon les auteurs, la paroi comporte entre trois et huit couches [194, 195, 196]. La zone la plus externe est riche en mannoprotéines et apparaît recouverte de fibrilles à projection radiale appelées fimbriae [197].

Ces fibrilles mesurent environ 100 à 300 nm de longueur [198, 199] et ont un diamètre de 5nm. On les observe sur le mycélium et les blastospores [194].

Les fimbriae de C. albicans sont constituées de sous-unités assemblées par des liaisons hydrophobes. La sous-unité principale est une glycoproteine de 66 kDa [197]. Ces fibrilles permettent d’adhésion aux glycoshingolipides des cellules de l’épithélium buccal humain [200, 201, 202].

Biofilm

Les septicémies à Candida sont actuellement la 4ème plus fréquente cause d’infection du sang et sont habituellement en relation avec une contamination de cathéter. Cette colonisation est possible grâce à la capacité de certains Candida (notamment C. albicans, C. tropicalis et C. parapsilosis) à former un slime. Le biofilm est composé de champignons entourés d’une matrice extracellulaire protégeant ces derniers.

Les Candida organisés en biofilm sont plus résistants aux antifongiques et l’on sait maintenant que la mauvaise diffusion des médicaments à travers la matrice du biofilm n’est pas la seule cause de cette résistance. En effet, les cellules organisées en biofilm expriment un phénotype différent de celui des cellules en suspension (forme planctonique) avec notamment une résistance augmentée aux antifongiques [302]. 

Les composants de la matrice extracellulaire sont similaires à ceux de la paroi cellulaire et forment un gel hautement hydraté et possédant localement une charge électrique. Ces microcolonies de Candida forment des « tours » entourées de canaux dans lesquelles les fluides peuvent circuler permettant ainsi l’apport de micronutriments [301].

Changements morphologiques

Comme nous l’avons déjà indiqué, C. albicans est un champignon dimorphe, ou plutôt pleiomorphe, capable de coloniser son hôte sous forme de levures, de chlamydospores, de pseudohyphes ou d’hyphes véritables (mycélium) et d’opérer des changements phénotypiques (white-opaque). Sa virulence élevée est liée à cette capacité de transformation [304, 305].

On retrouve aussi bien des levures que du mycélium sur les sites infectés et il est probable que ces deux formes participent à la virulence [15]. La forme levure est plus apte à disséminer par les fluides corporels alors que les hyphes sont responsables de l’envahissement des tissus et de la production du biofilm [310, 311]. La filamentation paraît être un facteur clé de la pathogenèse car :

1) La transition blastospore-mycélium est stimulée par une température de 37°C et un pH neutre ou la présence de sérum, ce qui correspond aux conditions rencontrées lors de la colonisation de l’hôte [15].

2) Les nouveaux hyphes (tubes germinatifs) sont plus adhérents aux cellules épithéliales que les levures, ce qui favorise la première étape de la colonisation [306].

3) Les levures phagocytées par les macrophages produisent des hyphes qui provoquent la lyse de ces cellules, fournissant ainsi un moyen efficace de contourner les défenses de l’hôte [307].

In vitro, une température basse et un pH bas favorise la croissance de la forme levure. La forme hyphe est favorisée par une température de 37°C, un pH neutre et en réponse à des stimuli externes tels que la présence de sérum. Des conditions intermédiaires de température et de pH favorisent la croissance de pseudo-hyphes [150].

Un certain nombre de substances induisant la formation d’hyphes ont été identifiées tel que la N-acétyl-D-glucosamine (GlcNAc) ou la proline. Le protocole classique pour obtenir une transition levure-hyphe est de cultiver une faible concentration de C. albicans dans un milieu liquide contenant 5 à 20% de sérum à 37°C [308].

Paramètres influant la transition blostospore-mycélium selon Chabasse et al. [4].

Blastospores                            Pseudomycélium                            Mycélium

Température <30°C                Température de 35°C                Température de 37°C et milieu de Lee

                                                                                                    [309]

pH <                                           pH 6                                        Présence de sérum et température

                                                                                                    >34°C

Densité cellulaire >107            Carence en azote                      Présence de GlcNA

                                                sur milieu solide                        Concentration élevée en phosphate

Les changements morphologiques de C. albicans fonctionnent selon le schéma classique :

1) Changements dans l’environnement

2) Activation de senseurs cellulaires

3) Activation de cascades de signalisation

4) Modification du programme de transcription

En 2004, Hudson et al ont identifié le D-glucose comme étant la principale molécule présente dans le sérum responsable de la transition blastospore-hyphe [313] et en 2006, Brown et al ont identifié le senseur au glucose de C. albicans (Hgt4).

Cette protéine membranaire ressemble à un transporteur au glucose (C. albicans en compte plus de 20 différents [312]) mais se contente d’envoyer un signal intracellulaire qui induit l’expression des gènes HGT codant pour des transporteurs au glucose et déclenchant la filamentation. [314]. 

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© Frédéric Born - Médecin-dentiste svmd-sso - Lausanne